Bradford法测蛋白浓度

原理：这一方法基于考马斯亮蓝G-250有红蓝两种不同的形式。在一定浓度的乙醇及酸性条件下，可配成淡红色的溶液，当与蛋白质结合后，产生蓝色化合物，反应迅速而稳定。反应化合物在465－595nm处有最大的光吸收值，化合物颜色的深浅与蛋白浓度的高低成正比关系，因此可检测595nm的光吸收值的大小计算蛋白的含量。
溶液：
①Bradford储存液
100ml95％乙醇
200ml88％磷酸
350mgServaG蓝
室温下长期保持稳定。
②Bradford工作液
425ml双蒸水
15ml95％乙醇
30ml88％磷酸
30ml Bradford储存液
用滤纸过滤，保存于室温棕色瓶中，可保存数周，但在使用前需要过滤。
③配制1mg/ml牛血清蛋白（BSA）
做标准曲线：

表4.2 蛋白质浓度测定标准曲线制作表
样品号
蛋白量
（ug） 标准溶液
1mg/mlBSA（ul） 实验缓冲液
（ul） Bradford
试剂（ml） A595
1 0 0 100 3 0
2 2.5 2.5 97.5 3 0.120
3 2.5 2.5 97.5 3 0.130
4 5 5 95 3 0.250
5 5 5 95 3 0.215
6 7.5 7.5 92.5 3 0.331
7 7.5 7.5 92.5 3 0.364
8 10 10 90 3 0.460
9 10 10 90 3 0.442
10 12.5 12.5 87.5 3 0.531
11 12.5 12.5 87.5 3 0.562
12 15 15 85 3 0.633
13 15 15 85 3 0.617
14 17.5 17.5 82.5 3 0.684
15 17.5 17.5 82.5 3 0.650
16 20 20 80 3 0.721
17 20 20 80 3 0.727

参照张龙翔的生物化学实验方法
先测定对照，制定标准曲线，然后测定样品

Q:是不是每测一个样品蛋白，就要测一个标准蛋白品，制作新的标准曲线？

A:不对，不是没每测一个样品，是每测一次、，应该做一次标准曲线。不过如果你测定的是两个样品的相对量的时候一般不用每次都做新的标准曲线！一般等你这次用的工作液完了以后在配新的时候在做新的标准曲线！看看你自己的情况而定！